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Als '''Transfektion''' wird in der [[Zellbiologie]] das Einbringen von Fremd-[[Desoxyribonukleinsäure|DNA]] oder -[[RNA]] in [[tier]]ische und teilweise auch andere [[Zelle (Biologie)#Die eukaryotische Zelle|eukaryotische Zellen]] bezeichnet.<ref>Lottspeich, F. und Engels, J.W.: ''Bioanalytik''. Spektrum Akademischer Verlag, 2. Auflage 2006, ISBN 3-8274-1520-9</ref> In eukaryotischen Zellen wird im Gegensatz zu ähnlichen Prozessen bei bakteriellen oder auch pflanzlichen Zellen nicht von [[Transformation (Genetik)|Transformation]] gesprochen, da die [[Maligne Transformation|Transformation]] in Säugetierzellen die Entartung von Zellen in einen bösartigen Zustand ([[Tumor]], [[Krebs (Medizin)|Krebs]]) beschreibt.

== Prinzip ==
Bei der Transfektion unterscheidet man zwischen dem nur zeitweiligen Einbringen einer [[Nukleinsäure]] in eine Wirtszelle (''transiente Transfektion'') und dem dauerhaften Einbau in das [[Genom]] (''stabile Transfektion''). Durch Abbauprozesse wird fremde DNA normalerweise schnell abgebaut oder durch [[Mitose]] verdünnt.<ref>T. K. Kim, J. H. Eberwine: ''Mammalian cell transfection: the present and the future.'' In: ''Analytical and bioanalytical chemistry.'' Band 397, Nummer 8, August 2010, S. 3173–3178, {{DOI|10.1007/s00216-010-3821-6}}, PMID 20549496, {{PMC|2911531}}.</ref> Nach dem Einbau in die Wirts-DNA oder mit einem geeigneten [[Replikationsursprung]] (dann als [[Episom]]) ist sie davor geschützt. Je nach Zellart eignen sich verschiedene Verfahren zur Transfektion. Bei [[Genexpressionsanalyse]]n ist zu bedenken, dass die Wahl der Methode und des [[Vektor (Gentechnik)|Vektors]] einen Einfluss auf die [[Genexpression]] hat.<ref>A. A. Stepanenko, H. H. Heng: ''Transient and stable vector transfection: Pitfalls, off-target effects, artifacts.'' In: ''[[Mutation Research]].'' Band 773, 07 2017, S. 91–103, {{DOI|10.1016/j.mrrev.2017.05.002}}, PMID 28927539.</ref> In [[Zelllinie]]n, die entweder [[EBNA1]] (z. B. [[293-Zellen|293E]]) oder das [[Großes T-Antigen|große T-Antigen]] (z. B. [[293-Zellen|293T]]) bilden, kann die Expressionsdauer einer transienten Transfektion episomal verlängert werden, indem im Vektor ein Replikationsursprung des [[Epstein-Barr-Virus|EBV]] bzw. des [[Simian-Virus 40|SV40]] vorkommt.<ref>Y. Durocher, S. Perret, A. Kamen: ''High-level and high-throughput recombinant protein production by transient transfection of suspension-growing human 293-EBNA1 cells.'' In: ''Nucleic acids research.'' Band 30, Nummer 2, Januar 2002, S. E9, {{DOI|10.1093/nar/30.2.e9}}, PMID 11788735, {{PMC|99848}}.</ref> Zur stabilen Transfektion werden meist im Vektor [[Selektionsmarker]] verwendet, die ein selektives Heranwachsen transfizierter Zellen erlauben. Typische Antibiotika zur Selektion sind [[Geneticin]] (oder [[G418]]), [[Puromycin]], [[Zeocin]], [[Hygromycin B]] und [[Blasticidin S]].

== Chemische Verfahren ==
Chemische Verfahren zur Transfektion beruhen auf der [[Komplexierung]] von Nukleinsäuren mit einem Trägermaterial – einem Transfektionsreagenz, das bereitwillig von Zellen aufgenommen wird. Dabei wird die zu transfizierende Nukleinsäure von positiven [[Ladung (Physik)|Ladungen]] des Transfektionsreagenz [[elektrostatisch]] gebunden. Aufgrund des [[Phospholipid-Bilayer]]-Aufbaus der [[Zellmembran]] ist die [[Zelloberfläche]] überwiegend mit negativen Ladungen versehen. Das Transfektionsreagenz mindert die Abstoßung der negativ geladenen Nukleinsäure und der überwiegend negativ geladenen Zelloberfläche.<ref>A. A. Gurtovenko: ''Molecular-Level Insight into the Interactions of DNA/Polycation Complexes with Model Cell Membranes.'' In: ''The journal of physical chemistry. B.'' Band 123, Nummer 30, 08 2019, S. 6505–6514, {{DOI|10.1021/acs.jpcb.9b05110}}, PMID 31290315.</ref> Um die [[Biokompatibilität]] zu erhöhen, werden verschiedene [[Biopolymer]]e zur Verwendung als Transfektionsreagenz untersucht.<ref>C. O. Franck, L. Fanslau, A. Bistrovic Popov, P. Tyagi, L. Fruk: ''Biopolymer-based Carriers for DNA Vaccine Design.'' In: ''Angewandte Chemie.'' Band 60, Nummer 24, 06 2021, S. 13225–13243, {{DOI|10.1002/anie.202010282}}, PMID 32893932, {{PMC|8247987}}.</ref>

=== Calcium-Phosphat-Präzipitation ===
Ein schonendes und dabei günstiges Transfektionsverfahren ist die 1973 durch [[Frank L. Graham]] und [[Alex J. van der Eb]] entwickelte [[Calcium]]-[[Phosphate|Phosphat]]-[[Präzipitation (Immunologie)|Präzipitation]].<ref>F. L. Graham, A. J. van der Eb: ''A new technique for the assay of infectivity of human adenovirus 5 DNA.'' In: ''Virology.'' Band 52, Nummer 2, April 1973, S. 456–467, {{DOI|10.1016/0042-6822(73)90341-3}}, PMID 4705382.</ref><ref>{{Literatur |Autor=Laura Bonetta |Titel=The inside scoop—evaluating gene delivery methods |Hrsg= |Sammelwerk=Nature Methods |Band=2 |Nummer=11 |Auflage= |Verlag= |Ort= |Datum=2005-11 |ISBN= |ISSN=1548-7091 |DOI=10.1038/nmeth1105-875 |Seiten=875–883}}</ref><ref>S. Bacchetti, F. L. Graham: ''Transfer of the gene for thymidine kinase to thymidine kinase-deficient human cells by purified herpes simplex viral DNA.'' In: ''[[Proceedings of the National Academy of Sciences]].'' Band 74, Nummer 4, April 1977, S. 1590–1594, {{DOI|10.1073/pnas.74.4.1590}}, PMID 193108, {{PMC|430836}}.</ref><ref>R. E. Kingston, C. A. Chen, H. Okayama: ''Calcium phosphate transfection.'' In: ''Current protocols in immunology.'' Chapter 10, Mai 2001, S. Unit 10.13, {{DOI|10.1002/0471142735.im1013s31}}, PMID 18432676.</ref><ref>P. Kumar, A. Nagarajan, P. D. Uchil: ''Transfection of Mammalian Cells with Calcium Phosphate-DNA Coprecipitates.'' In: ''Cold Spring Harbor protocols.'' Band 2019, Nummer 10, 10 2019, {{DOI|10.1101/pdb.top096255}}, PMID 31575800.</ref>

In einem Gemisch aus [[Calciumchlorid]] und Natriumphosphat bindet die zu übertragende DNA an ausfallendes Calciumphosphat. Die ausgefallenen Kristalle werden der Zellkultur zugegeben und von den Zellen durch [[Endozytose]] aufgenommen. Die „Berieselung“ der Zellen mit dem Präzipitat ist für die Zellen negativer Stress. Der ganze Vorgang ist stark von einer Vielzahl von Parametern abhängig, deren richtige Einstellung zudem von Zellart zu Zellart variiert:
* Menge der Plasmid-DNA
* Reinheit der Plasmid-DNA
* Konzentration der Carrier-DNA (ein Überschuss an genomischer DNA zur Bildung einer ausreichenden Menge an Präzipitat)
* Quelle der Carrier-DNA (optimal ist autologe DNA)
* Größe der Carrier-DNA
* Salzkonzentration und pH der Lösung
* Inkubationsdauer
* Präselektionsdauer bei Herstellung von Zelllinien durch permanente Expression bzw. Erholungsphase bei der Messung der rekombinanten Genaktivität bei transienter Expression
Die Methode erfordert experimentelles Geschick und ist nicht für alle Zellen mit gleichem Erfolg anwendbar. Sie funktioniert nur bei adhärent wachsenden Zellen wie z. B. den etablierten Nagerzelllinien der L-Zellen und 3T3-Zellen von Mäusen sowie den Hamsterzelllinien BHK und CHO zufriedenstellend. Mit dieser Methode wurde aber auch Transfektion von [[Protoplast]]en durchgeführt.<ref>Hain, R. ''et al''. (1985): ''Uptake, integration, expression and genetic transmission of a selectable chimaeric gene by plant protoplasts''. In: Molecular und General Genetics 199(2); 161-168; {{DOI|10.1007/BF00330254}}</ref>

=== Lipofektion ===
{{Hauptartikel|Lipofektion}}
[[Datei:SM-102 Structural formula V1.svg|mini|300px|Strukturformel des Lipids SM-102]]

Genetisches Material kann mit Hilfe von basischen [[Lipid]]en zu [[Liposom]]en verpackt werden, die mit der [[Zellmembran]] (genauer: mit der [[Endosom]]enmembran) fusionieren, in Zellen eingebracht werden.<ref>P. L. Felgner, T. R. Gadek, M. Holm, R. Roman, H. W. Chan, M. Wenz, J. P. Northrop, G. M. Ringold, M. Danielsen: ''Lipofection: a highly efficient, lipid-mediated DNA-transfection procedure.'' In: ''[[Proceedings of the National Academy of Sciences]].'' Band 84, Nummer 21, November 1987, S. 7413–7417, {{DOI|10.1073/pnas.84.21.7413}}, PMID 2823261, {{PMC|299306}}.</ref> Am Menschen verwendete basische Lipide sind [[ALC-0315]] und [[SM-102]].

=== Kationische Polymere ===
Das älteste derartige Verfahren ist die Komplexierung von Plasmid-DNA mit Diethylaminoethyl-Dextran. Die [[DEAE-Dextran]]-Methode<ref>P. Kumar, A. Nagarajan, P. D. Uchil: ''DEAE-Dextran Transfection.'' In: ''Cold Spring Harbor protocols.'' Band 2018, Nummer 7, 07 2018, {{DOI|10.1101/pdb.top096263}}, PMID 29967279.</ref><ref name="Vaheri">A. Vaheri, J. S. Pagano: ''Infectious poliovirus RNA: a sensitive method of assay.'' In: ''Virology.'' Band 27, Nummer 3, November 1965, S. 434–436, {{DOI|10.1016/0042-6822(65)90126-1}}, PMID 4285107.</ref> ist recht zellverträglich und erzielt Transfektionseffizienzen von bis zu 30 %. Diese positiv geladenen, stark verzweigten Polymere komplexieren die Plasmid-DNA und werden von den Zielzellen aufgenommen. Die Methode ist in der Regel besser zellverträglich als die kationische Lipofektion. Ebenfalls wird [[Poly-L-Lysin]]<ref name="Kodama">Y. Kodama, Y. Yatsugi, T. Kitahara, T. Kurosaki, K. Egashira, M. Nakashima, T. Muro, H. Nakagawa, N. Higuchi, T. Nakamura, H. Sasaki: ''Quaternary complexes modified from pDNA and poly-l-lysine complexes to enhance pH-buffering effect and suppress cytotoxicity.'' In: ''Journal of pharmaceutical sciences.'' Band 104, Nummer 4, April 2015, S. 1470–1477, {{DOI|10.1002/jps.24364}}, PMID 25652194.</ref> und [[Polybren]]<ref name="Kawai">S. Kawai, M. Nishizawa: ''New procedure for DNA transfection with polycation and dimethyl sulfoxide.'' In: ''[[Molecular and Cellular Biology]].'' Band 4, Nummer 6, Juni 1984, S. 1172–1174, {{DOI|10.1128/mcb.4.6.1172-1174.1984}}, PMID 6330534, {{PMC|368888}}.</ref> als Transfektionsreagenz verwendet. Zusätze von Poly-Glutaminsäure können die bei manchen kationischen Polymeren beschriebene [[Toxizität]] mindern.<ref name="Kodama" /> [[DMSO]] kann die Permeabilität der Zellmembran erhöhen.<ref name="Lewis">W. H. Lewis, P. R. Srinivasan, N. Stokoe, L. Siminovitch: ''Parameters governing the transfer of the genes for thymidine kinase and dihydrofolate reductase into mouse cells using metaphase chromosomes or DNA.'' In: ''Somatic cell genetics.'' Band 6, Nummer 3, Mai 1980, S. 333–347, {{DOI|10.1007/BF01542787}}, PMID 6931407.</ref>

Ein weiteres einfaches und (im Gegensatz zu anderen kommerziellen Reagentien) günstiges Verfahren der Transfektion bietet die Transfektion mittels [[Polyethylenimin]] (PEI),<ref>O. Boussif, F. Lezoualc'h, M. A. Zanta, M. D. Mergny, D. Scherman, [[Barbara Demeneix|B. Demeneix]], J. P. Behr: ''A versatile vector for gene and oligonucleotide transfer into cells in culture and in vivo: polyethylenimine.'' In: ''[[Proc Natl Acad Sci U S A]].'' (1995), Band 92(16), S. 7297–301. PMID 7638184; {{PMC|41326}}.</ref><ref>M. Wirth, P. Fritsche, N. Stojanovic, M. Brandl, S. Jaeckel, R. M. Schmid, D. Saur, G. Schneider: ''A Simple and Cost-Effective Method to Transfect Small Interfering RNAs Into Pancreatic Cancer Cell Lines Using Polyethylenimine.'' In: ''Pancreas.'' 7. Oktober 2010 (Epub). PMID 20938367.</ref><ref>P. A. Longo, J. M. Kavran, M. S. Kim, D. J. Leahy: ''Transient mammalian cell transfection with polyethylenimine (PEI).'' In: ''Methods in enzymology.'' Band 529, 2013, S. 227–240, {{DOI|10.1016/B978-0-12-418687-3.00018-5}}, PMID 24011049, {{PMC|4012321}}.</ref> welches im Vergleich zur Lipofektion hohe Transfektionseffizienzen sowohl für siRNA (> 85 %) als auch Plasmid-DNA bei niedriger Toxizität liefert.<ref>W. T. Godbey, K. K. Wu, A. G. Mikos: ''Poly(ethylenimine) and its role in gene delivery.'' In: ''[[J Control Release]].'' (1999), Band 60(2-3), S. 149–60. PMID 10425321.</ref><ref>D. Goula, C. Benoist, S. Mantero, G. Merlo, G. Levi, B. A. Demeneix: ''Polyethylenimine-based intravenous delivery of transgenes to mouse lung.'' In: ''Gene Ther.'' (1998), Band 5(9), S. 1291–5. PMID 9930332. [http://www.nature.com/gt/journal/v5/n9/pdf/3300717a.pdf PDF].</ref> PEI-DNA-Komplexe binden an negativ geladene [[Glykosaminoglykane]] auf der Zelloberfläche.<ref name="Hanzlíková">M. Hanzlíková, M. Ruponen, E. Galli, A. Raasmaja, V. Aseyev, H. Tenhu, A. Urtti, M. Yliperttula: ''Mechanisms of polyethylenimine-mediated DNA delivery: free carrier helps to overcome the barrier of cell-surface glycosaminoglycans.'' In: ''The journal of gene medicine.'' Band 13, Nummer 7–8, Juli 2011, S. 402–409, {{DOI|10.1002/jgm.1587}}, PMID 21721076.</ref> Die Transfektionseffizienz hängt vom Vorhandensein positiver Ladungen auf der Oberfläche der Nukleinsäure-Polyethylenimin-Komplexe ab, denn wenn im Verhältnis zu viel Nukleinsäure bzw. zu wenig PEI verwendet wird, nimmt die Aufnahme in Zellen stark ab.<ref name="Hanzlíková" /> Eine Zugabe von [[Valproinsäure]] zum Zellkulturmedium erhöht die Expression [[Rekombinantes Protein|rekombinanter Proteine]].<ref>T. A. Arena, P. D. Harms, A. W. Wong: ''High Throughput Transfection of HEK293 Cells for Transient Protein Production.'' In: ''Methods in molecular biology.'' Band 1850, 2018, S. 179–187, {{DOI|10.1007/978-1-4939-8730-6_12}}, PMID 30242687.</ref>

=== Dendrimere ===
[[Dendrimere]] sind verzweigte Moleküle, die dadurch eine hohe Anzahl [[Funktionelle Gruppe|funktioneller Gruppen]] tragen können. Verschiedene [[Polyamid]]-,<ref name="Haensler">J. Haensler, F. C. Szoka: ''Polyamidoamine cascade polymers mediate efficient transfection of cells in culture.'' In: ''[[Bioconjugate Chemistry]].'' Band 4, Nummer 5, 1993, S. 372–379, {{DOI|10.1021/bc00023a012}}, PMID 8274523.</ref> [[Peptid]]-,<ref>R. Sapra, R. P. Verma, G. P. Maurya, S. Dhawan, J. Babu, V. Haridas: ''Designer Peptide and Protein Dendrimers: A Cross-Sectional Analysis.'' In: ''[[Chemical Reviews]].'' Band 119, Nummer 21, 11 2019, S. 11391–11441, {{DOI|10.1021/acs.chemrev.9b00153}}, PMID 31556597.</ref><ref>M. Heitz, S. Javor, T. Darbre, J. L. Reymond: ''Stereoselective pH Responsive Peptide Dendrimers for siRNA Transfection.'' In: ''[[Bioconjugate Chemistry]].'' Band 30, Nummer 8, 08 2019, S. 2165–2182, {{DOI|10.1021/acs.bioconjchem.9b00403}}, PMID 31398014.</ref> Poly(2-(dimethylamino)ethylmethacrylat) (PDMAEMA)<ref>[http://idw-online.de/de/news440269 IDW-Online] (vom 12. September 2011)</ref> und Polyethylenimin-Dendrimere wurden zur Transfektion entwickelt.<ref>J. W. Wiseman, C. A. Goddard, D. McLelland, W. H. Colledge: ''A comparison of linear and branched polyethylenimine (PEI) with DCChol/DOPE liposomes for gene delivery to epithelial cells in vitro and in vivo.'' In: ''Gene Ther.'' (2003), Band 10(19), S. 1654–1662. PMID 12923564.</ref>

=== Rezeptorvermittelte Transfektion ===
Hierbei bindet ein Teil des Transfektionsreagenz an bestimmte [[Rezeptor (Biochemie)|Rezeptoren]] auf der Zelloberfläche, um anschließend per [[Endozytose]] in eukaryotische Zellen aufgenommen zu werden.

==== Transferrinfektion ====
Dies war das erste Beispiel einer rezeptorvermittelten Transfektion.<ref name="PMID2333290">E. Wagner, M. Zenke, M. Cotten, H. Beug, M. L. Birnstiel: ''Transferrin-polycation conjugates as carriers for DNA uptake into cells.'' In: ''[[Proceedings of the National Academy of Sciences]].'' Band 87, Nummer 9, Mai 1990, S. 3410–3414, PMID 2333290, {{PMC|53910}}.</ref> Proteinchemisch wurde ein Konjugat aus dem Eisentransportprotein [[Transferrin]] und kationischem [[Polylysin|Poly-Lysin]] hergestellt. Dieses Konjugat konnte in hohem Maße Plasmid-DNA binden und hatte die Fähigkeit beibehalten an den zellulären Transferrinrezeptor zu binden. Durch die zellulären Transportmechanismen landet das Konjugat in den [[Lysosom]]en. Dort muss wie auch bei den chemischen Verfahren die DNA freigesetzt werden, diese die lysosomale Membran überwinden und in den Zellkern gelangen. Die Methode erzielte beeindruckende Erfolge bei Zelllinien mit atypisch hoher Dichte an Transferrinrezeptoren, zeigte bei „normalen“ Zellen aber keinen Vorteil gegenüber herkömmlichen Methoden.

==== Antikörpervermittelte Transfektion ====
Anstelle von [[Transferrin]] wird für das Konjugat ein Antikörper gegen ein für die Zielzelle spezifisches Membranprotein verwendet.<ref name="PMID8729910">N. Shimizu, J. Chen, S. Gamou, A. Takayanagi: ''Immunogene approach toward cancer therapy using erythrocyte growth factor receptor-mediated gene delivery.'' In: ''Cancer gene therapy.'' Band 3, Nummer 2, 1996 Mar-Apr, S. 113–120, PMID 8729910.</ref> Zur Bekämpfung von Tumoren könnte das DNA-Plasmid für ein Toxin kodieren.<ref name="PMID18316136">Y. Duan, J. Zheng, S. Han, Y. Wu, Y. Wang, D. Li, D. Kong, Y. Yu: ''A tumor targeted gene vector modified with G250 monoclonal antibody for gene therapy.'' In: ''Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society.'' Band 127, Nummer 2, April 2008, S. 173–179, {{DOI|10.1016/j.jconrel.2008.01.016}}, PMID 18316136.</ref>

==== Histonvermittelte Transfektion ====
[[Histone]] sind polykationische [[DNA-bindendes Protein|DNA-bindende Proteine]], die zur Transfektion verwendet werden – teilweise auch in Kombination mit Polyethylenimin.<ref>H. Han, J. Yang, W. Chen, Q. Li, Y. Yang, Q. Li: ''A comprehensive review on histone-mediated transfection for gene therapy.'' In: ''[[Biotechnology Advances]].'' Band 37, Nummer 1, 2019 Jan – Feb, S. 132–144, {{DOI|10.1016/j.biotechadv.2018.11.009}}, PMID 30472306.</ref>

== Physikalische Verfahren ==
=== Mikroinjektion ===
Bei der Mikroinjektion wird die DNA als [[Plasmid]], ssDNA (einzelsträngige DNA) oder dsDNA (doppelsträngige DNA) direkt in den Zellkern bzw. ins Cytoplasma der Zelle mit Hilfe einer [[Mikrokapillare]] injiziert. Das Verfahren ist sowohl apparativ sehr aufwändig als auch manipulativ höchst anspruchsvoll. Das Verfahren besitzt eine Transfektionseffizienz von nahezu 100 % und erlaubt im Gegensatz zu allen anderen Methoden die Transfektion mitotisch [[ruhende Zelle|ruhender Zellen]], da hier die Kernmembran auf direktem, mechanischem Wege überwunden wird. Allerdings können nur relativ wenige Zellen in einem vernünftigen Zeitraum transfiziert werden – je nach Übung 60–200 pro Stunde.

=== Elektroporation ===
{{Hauptartikel|Elektroporation}}
Bei einer Elektroporation wird die Zellmembran durch Spannungspulse für DNA permeabel gemacht. Nennenswerte Transfektionsraten erhält man nur unter Bedingungen, die gleichzeitig je nach Zelltyp zwischen 20 und 50 % aller Zellen abtöten. Da die Zellen nicht adhärent vorliegen müssen, bietet sich das Verfahren vor allem für Suspensionskulturen an. Die Zellmembran (Plasmamembran) wirkt wie ein Plattenkondensator, denn die Lipiddoppelschicht wirkt als Isolator. Da die Zellmembran eine Isolierung des elektrisch leitfähigen Cytoplasmas darstellt, kann elektrischer Strom so lange nicht durch die Zelle fließen, bis Poren in der Membran entstanden sind. Wird nun eine elektrische Spannung angelegt (Feldstärke mehrere kV/cm), so kommt es zur Polarisierung der Membran. Erreicht die transmembrane Spannung einen kritischen Wert von 0,4 bis 1 V, so kommt es durch eine lokale Zerstörung der Membranintegrität spontan zur drastischen Erhöhung ihrer Leitfähigkeit. Primär in der Membran entstandene hydrophobe Poren verwandeln sich bei Erreichen eines kritischen Radius spontan in relativ stabile hydrophile Poren (0,5–1 nm) mit einer Lebensdauer von wenigen Sekunden bis einigen Minuten, denn erstens bricht die Membranspannung wegen des Ladungsausgleiches durch die Poren wieder zusammen und zweitens ist die Membran ein System, das sich selbst reorganisiert.<ref>Klenchin, V.A. und Sukharev, S.I. und Serov, S.M. und Chernomordik, S.V. und Chizmadzhev, Yu. a. (1991): ''Electrically induced DNA uptake by cells is a fast process involving DNA electrophoresis''. In: Biophys J. Bd. 60, Nr. 4, S. 804–811. PMID 1660315</ref><ref>Sukharev, S.I. und Klenchin, V.A. und Serov, S.M. und Chernomordik, S.V. und Chizmadzhev, Yu. a. (1992): ''Electroporation and electrophoretic DNA transfer into cells. The effect of DNA interaction with electropores''. In: Biophys J. Bd. 63, Nr. 5, S. 1320–1327. PMID 1282374</ref>

=== Particle Gun ===
{{Hauptartikel|Genkanone}}
Auch dieses Verfahren ist apparativ sehr aufwändig. Die DNA wird an Mikroprojektile z. B. Wolfram- oder Goldpartikel adsorbiert. Die Mikroprojektile werden auf die Innenseite eines Schlauchs beschichtet. Diese werden mit einem Gasstoß extrem beschleunigt. Sie werden erst in den Zellen abgebremst, wonach es dann zur Ablösung der DNA kommt. Aufgrund der großen mechanischen Kraft eignet sich die Methode zur Penetration von pflanzlichen Zellen, deren [[Zellwand]] bei allen anderen Verfahren eine unüberwindliche Barriere darstellt und erst entfernt werden müsste. Die Genkanone ist daneben die einzige Methode zur Transfektion von Organellen wie Mitochondrien oder Chloroplasten.

=== Magnet Assisted Transfection ===
{{Hauptartikel|Magnet Assisted Transfection}}
Die Magnet Assisted Transfection (auch ''Magnetofektion'') ist eine Transfektionsmethode, die mit Hilfe eines magnetischen Feldes DNA in die Zielzellen einschleust. Dabei werden eisenhaltige, magnetische Nanopartikel mit DNA beladen, die diese auf Grund ionischer Wechselwirkungen binden. Ein magnetisches Feld leitet die Nanopartikel zu und in die Zielzellen, in denen die DNA freigegeben wird.<ref>Bertram, J. (2006) ''MATra – Magnet Assisted Transfection: Combining Nanotechnology and Magnetic Forces to Improve Intracellular Delivery of Nucleic Acids''. In: ''[[Current Pharmaceutical Biotechnology]]'' 7, 277-285.</ref>

=== Sonoporation ===
Bei der [[Sonoporation]] werden mit [[Ultraschall]] Zellmembrane durch akustische [[Kavitation]] kurzzeitig perforiert.<ref name="PMC2095817">{{cite journal |author=Yizhi Song |title=Ultrasound-mediated DNA transfer for bacteria |journal=[[Nucleic Acids Research]]. |volume=35 |issue=19 |year=2007 |pmid=2095817 |doi=10.1093/nar/gkm710 |last2=Garaventa |first2=G |last3=Bottero |first3=S |last4=Leprini |first4=AE |last5=Pallestrini |first5=E |last6=Castello |first6=E |last7=Pallestrini |first7=EA |pages=1073–80 |last8=Huang |first8=W. E.}}</ref> Die Effizienz ist vergleichbar mit der Elektroporation. Ebenso wie bei der Elektroporation wird dabei die [[Zellviabilität]] reduziert.

=== Optische Transfektion ===
{{Hauptartikel|Optische Transfektion}}
Bei der optischen Transfektion (synonym Optoporation) wird in die Zelle mithilfe eines [[Lasers]] ein Loch gebrannt, wodurch mit einer [[Optische Pinzette|optischen Pinzette]] die Nukleinsäuren in die Zelle geschleust werden können.<ref>{{Literatur |Autor=L. Paterson, B. Agate, M. Comrie, R. Ferguson, T. Lake |Titel=Photoporation and cell transfection using a violet diode laser |Sammelwerk=Optics Express |Band=13 |Nummer=2 |Datum=2005-01-24 |Sprache=en |ISSN=1094-4087 |DOI=10.1364/opex.13.000595 |PMID=19488389 |Seiten=595–600 }}</ref> Alternativ kann auch mit einem Lichtstrahl auf Zellen transfiziert werden, die einen [[Photosensibilisator (Chemie)|Photosensibilisator]] in den [[Endosom]]en aufweisen, wodurch bei Bestrahlung Poren entstehen, die zeitlich und räumlich bestimmt werden können.<ref>S. L. Bøe, E. Hovig: ''Light-induced mRNA transfection.'' In: ''Methods in molecular biology.'' Band 969, 2013, S. 89–100, {{DOI|10.1007/978-1-62703-260-5_6}}, PMID 23296929.</ref>

=== Quetschen von Zellen ===
In [[Mikrofluidik|mikrofluiden]] Kanälen werden Zellen durch einen zunehmend engeren Durchmesser gequetscht, wodurch Poren in der Zellmembran entstehen.<ref>B. Duckert, S. Vinkx, D. Braeken, M. Fauvart: ''Single-cell transfection technologies for cell therapies and gene editing.'' In: ''Journal of controlled release : official journal of the Controlled Release Society.'' Band 330, Februar 2021, S. 963–975, {{DOI|10.1016/j.jconrel.2020.10.068}}, PMID 33160005.</ref>

== Alternativen ==
Als Alternative zur Transfektion kann eine [[Transduktion (Genetik)|Transduktion]] mit einem [[Viraler Vektor|viralen Vektor]] durchgeführt werden.

== Literatur ==
* {{Literatur |Autor=Monika Jansohn |Titel=Gentechnische Methoden |Verlag=Spektrum Akademischer Verlag |Auflage=4 |Datum=2006 |ISBN=3-8274-1537-3 }}
* {{Literatur |Autor=Cornel Mülhardt |Titel=[[Der Experimentator]]: Molekularbiologie/Genomics |Verlag=Spektrum Akademischer Verlag |Auflage=5 |Datum=2006 |ISBN=3-8274-1714-7 }}

== Einzelnachweise ==
<references />

[[Kategorie:Molekularbiologie]]
[[Kategorie:Transfektion| ]]

Transfektion - Versionsgeschichte

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