Rotbeiniger Kolbenbuntkäfer

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Der Rotbeinige Kolbenbuntkäfer (Necrobia rufipes), auch Koprakäfer oder Rotbeiniger Schinkenkäfer genannt, ist ein Käfer aus der Familie der Buntkäfer und der Unterfamilie Korynetinae.<ref name="FE ruf" /> Die drei Arten der Gattung Necrobia sind alle auch in Mitteleuropa zu finden<ref name="FE Nec" /> und durch ihre Färbung leicht zu unterscheiden. Es besteht jedoch Verwechslungsgefahr mit Arten der Gattung Korynetes.

Der weit verbreitete Käfer gilt in Deutschland als nicht gefährdet.<ref name="Arge" /> Er hat als Lebensmittelschädling an Fisch, Fleischwaren und Kopra Bedeutung und spielt in der Forensischen Entomologie eine Rolle. Die Tatsache, dass der Käfer verschiedentlich in ägyptischen Mumien gefunden wurde, wirft ein weiteres interessantes Licht auf ihn. Ein Problem stellt die Vernichtung von Populationen dar, die sich in Museen eingenistet haben.

Bemerkungen zum Namen

Der Artname rufipes (von lat. „rūfus“ für „rot“ und „pēs“ für „Bein“) benennt wie der erste Teil des deutschen Namens die roten Beine der Art, durch die sich die Käfer vom Blauen Kolbenbuntkäfer unterscheiden.<ref name="NameArt" /> Der Gattungsname Necróbia ist nach Schenkling von altgr. νεκρός nekrós, tot und βίος. bíos, Wohnort abgeleitet und besagt, dass die Vertreter der Gattung an oder in tierischen Stoffen leben.<ref name="NameGattung" /> Nach französischen Quellen würdigt der Namen (nekrós der Tote, βίος. bíos das Leben, „dem Toten das Leben“) den Umstand, dass der Käfer Necrobia ruficollis dem französischen Entomologen Latreille das Leben rettete. Latreille gehörte zu den konservativen katholischen Geistlichen, die sich während der Französischen Revolution weigerten, die Zivilverfassung des Klerus anzuerkennen, und er sollte deswegen nach Französisch-Guayana deportiert werden. Im Gefängnis von Bordeaux fand er 1794 den ihm noch unbekannten und von Fabricius 1775 als Dermestes ruficollis beschriebenen Käfer und konnte anhand des Fundstücks über den Gefängnisarzt eine Verbindung zu dem noch jungen Koleopterologen Bory de Saint-Vincent herstellen. Diesem gelang es unter Einschaltung verschiedener Persönlichkeiten, in letzter Minute die Freilassung von Latreille zu erwirken. Latreille war bereits auf ein Schiff gebracht worden und konnte dieses auf einem Ruderboot verlassen, kurz bevor es sank, wobei alle Gefangenen den Tod fanden. Latreille trennte bei der Sichtung der Sammlung von Fabricius einige Arten, zu der auch Dermestes ruficollis gehört als neue Gattung Necrobia von der Gattung Dermestes ab. Er veröffentlichte den Namen Necrobia 1796, markierte ihn durch einen Stern als neue Gattung und ordnete diese hinter der Gattung Clerus ein.<ref name="Latreille" /> Sein Freund und Gönner Olivier übernahm den Namen unter Erwähnung Latreilles als Urheber jedoch bereits 1795 und stellte Necrobia zusammen mit Clerus unter die Nummer 76.<ref name="Olivier" /><ref name="Auber" /><ref name="Name franz" />

Der Namensteil „Schinkenkäfer“ (engl. hambeetle) ist dadurch zu erklären, dass die Art hauptsächlich in Nordamerika in großem Umfang an Schweineschinken schädlich wurde. Der Name Koprakäfer ist auf sein massives Auftreten in wärmeren Klimaten am Kernfleisch von Kokosnüssen zurückzuführen. Der Namensteil „Kolbenbuntkäfer“ ist durch seine kolbenförmigen Fühler und seine Zugehörigkeit zu den Buntkäfern erklärbar.

Die 1775 von De Geer unter dem Namen Clerus rufipes erstmals beschriebene Art<ref name="Erstbeschr" /> hat zahlreiche Synonyme:

Necrobia aspera Walker 1858
Necrobia cupreonitens Lauffer 1905
Tenebrio dermestoides Piller&Mitterpacher
Corynetes flavipes Klug 1842
Corynetes glabra Jurin apud Champollion 1814
Necrobia mumiarum Hope 1834
Necrobia pilifera Reitter 1894
Corynetes reticulata Klug 1882
Necrobia amethystina Stephens 1832
Necrobia foveicollis Schenkling 1900<ref name="FE ruf" />

Die Form Necrobia pilifera (von lat. „pílus“ für „Haar“ und „fero“ für „ich trage“) beschreibt lediglich die Weibchen, die sich durch borstenförmig abstehende Haare von den Männchen unterscheiden.<ref name="Reitter" />

Merkmale des Käfers

Datei:Necrobia rufipes up.jpg	Datei:Necrobia rufipes front.jpg
Abb.1: Aufsicht ♂	Abb.2: Kopf von vorn
Datei:Necrobia rufipes under.jpg	Datei:Necrobia rufipes side.jpg
Abb.3: Unterseite	Abb.4: Seitenansicht
Datei:Necrobia rufipes detail2.jpg Datei:Necrobia rufipes detail1.jpg
Abb.5: Ausschnitt Flügeldeckenbehaarung, oben dop- pelte Behaarung beim Weibchen, unten einfache Be- haarung beim Männchen, (Körperende rechts)
Datei:Necrobia rufipes antenna.jpg	Datei:Necrobia rufipes hind tarsus.jpg
Abb.6: Fühler	Abb.7: Hintertarsus, Glie- der verschieden koloriert

Der Käfer wird nur vier bis fünf Millimeter lang, die Männchen sind durchschnittlich etwas kleiner als die Weibchen. Der Käfer ist etwa dreimal so lang wie breit. Die größte Breite erreicht er im letzten Körperviertel. Die Oberseite ist metallisch blau bis blaugrün oder grün, die Beine und die Fühlerwurzel blassgelb bis rotbraun, die Unterseite blauschwarz (Abb. 3). Der Halsschild und die Flügeldecken sind mäßig dicht, der Kopf weniger dicht punktiert. Die Behaarung der Flügeldecken unterscheidet sich bei Männchen und Weibchen.

Der zerstreut punktierte dreieckige Kopf mit den vorgewölbten Augen ist nach unten gesenkt und etwas in den Halsschild zurückgezogen. Das Endglied der Kiefertaster ist nicht wie bei Korynetes beilförmig, sondern spindelförmig und abgestutzt (in Abb. 2 erkennbar). Auch das Endglied des Lippentasters ist spindel- bis zylinderförmig und abgestutzt. Die elfgliedrigen Fühler (Abb. 6) sind an der Basis rotbraun, werden dann zunehmend dunkler und enden in einer dreigliedrigen schwarzen, breiten Keule. Deren Endglied ist an der Spitze schwach ausgerandet, etwa gleich breit wie lang und grob doppelt so groß wie das vorletzte Fühlerglied.

Der Halsschild ist seitlich gleichmäßig konvex gekrümmt und breiter als lang. Vorn ist er etwa so breit wie der Kopf hinter den Augen und an der Basis deutlich breiter als der Kopf über den Augen gemessen. Die Basis und die Seiten des Halsschildes sind gerandet. Die Hinterecken sind stumpf verrundet, die Basis leicht konvex gekrümmt. Die mäßig grobe Punktierung ist zerstreut und an den Seiten dichter als auf der Scheibe.

Die Flügeldecken sind gemeinsam breiter als der Halsschild, verbreitern sich nach den Schultern nur wenig und erreichen die größte Breite in der hinteren Hälfte. Sie enden gemeinsam etwa halbkreisförmig gerundet. Acht bis neun Punktreihen können deutlich bis erloschen ausgebildet sein. Die Zwischenräume sind ziemlich dicht und fein punktiert. Bei den Männchen ist die Behaarung einfach und besteht aus nach hinten geneigten dunklen Haarborsten (Abb. 5 unten), beim Weibchen ist sie doppelt. Bei ihm stehen zwischen aufgerichteten schwarzen Haarborsten dichter nach hinten geneigte hellere Haare (Abb. 5 oben). Experimentelle Befunde legen nahe, dass die Männchen die Weibchen an den aufrechten schwarzen Haaren der Flügeldecken erkennen.<ref name="Haare" /> Außerdem hilft die Behaarung der Weibchen den Männchen, nach Einnahme der Kopulationsstellung diese leichter beizubehalten. Das Schildchen ist quer und schmal.<ref name="ausführlichst" />

Die behaarten Beine sind rotbraun. Die Tarsen sind alle fünfgliedrig, erscheinen jedoch viergliedrig, da das vierte Glied (in Abb. 7 rot) klein ist und an der Basis des Klauenglieds in der Aushöhlung des dritten Glied versteckt liegt. Das erste bis dritte Tarsenglied trägt auf der Unterseite lamellenartige Polster. Die langen Klauen tragen an der Basis zahnartige Anhänge.<ref name="ausführlichst" />

Der Geschlechtsapparat des Männchens wurde von Özdemir und Sert beschrieben.<ref name="Aedeagus" />

Larve

Die Larven (Bilder unter Weblinks) sind langgestreckt und mäßig behaart. Sie tragen drei gegliederte Beinpaare. Nur der Kopf, die Beine, die Oberseite des ersten Brustsegments und des ersten Hinterleibssegmentes sowie ein Teil des letzten Hinterleibssegmentes sind sklerotisiert und braun, der übrige Körper ist weichhäutig. Die Oberlippe ist dreimal so breit wie lang. Die Oberkiefer tragen keinen gezähnten Innenrand. Der Unterkiefer ist nur wenig unter den Kopf zurückgezogen. Cardo und Stipes sind etwa gleich groß. Das Hinterleibsende trägt einen zangenförmiger nach oben gebogenen paarigen Anhang (Urogomph), dessen Äste einen Winkel von sechzig Grad bilden. Der Urogomph entspringt eine sklerotisierten Platte, die die Basis des letzten Abdominalsternits nicht bedeckt und vor dem Urogomph keine Anhänge (Praegomph) aufweist. Sie ist 1,5 Mal so breit wie lang. Im letzten Stadium erreicht die Larve eine Länge von zehn Millimeter. In Amerika nennt man die Larve in Kreisen der Fleischindustrie „paperworm“ („Papierwurm“).<ref name="ausführlichst" /><ref name="USA" /><ref name="Fisch" />

Ei

Die bananenförmigen Eier sind bei einem Durchmesser von etwa einen Viertel Millimeter knapp einen Millimeter lang. Sie sind leicht gekrümmt, glatt, glänzend, etwas durchscheinend und kleben auf dem Untergrund. Nach wenigen Tagen wird die Pigmentierung der embryonalen Augen und Mundwerkzeuge und der Körperenden sichtbar. Die Eier älterer Weibchen fallen häufig innerhalb weniger Stunden seitlich zusammen und entwickeln sich nicht weiter.<ref name="ausführlichst" />

Biologie

Vorkommen

Die Imagines werden häufig zusammen mit dem Blauen Kolbenbuntkäfer gefunden. Die Tiere können fliegen und suchen so für die Fortpflanzung geeignete Orte auf. Sie landen nahe am Objekt und nähern sich diesem krabbelnd. Gewöhnlich bewegen sich die Käfer flink laufend fort. Bei Berührung können sie sich für kurze Zeit tot stellen. Werden sie festgehalten, verbreiten sie einen sehr unangenehmen Geruch, der jedoch nicht lange anhält. Sie sind scheu und suchen das Dunkle, können aber im Labor durch Füttern an Licht gewöhnt werden.<ref name="ausführlichst" />

Man findet die Art in warmen Klimaten im Freien an Kadavern oder im Boden, der durch Verwesungsprodukte durchtränkt wurde, aber auch häufig auf Müllplätzen, in Gärten, in Lagerhäusern, Silos oder in Häusern. Die Larven entwickeln sich in einem Milieu mit tierischem oder pflanzlichem Fett und werden dabei in vielfältiger Art schädlich. Die Art findet sich beispielsweise an Dörrfleisch, Speck, Trockenfisch, geräuchertem Fisch, Knochenmehl, Käse, Trockeneigelb, Cashew-Nüssen,<ref name="Cashew" /> Kopra oder Kernen der Ölpalme, getrockneten Feigen, Tierfutter oder an Sammlungsgegenständen in Museen. Die Käfer können auch die Kokons des Seidenspinners zerstören.<ref name="Seide" /> Auf die Schädlichkeit weisen die Namen Schinkenkäfer und Koprakäfer hin.<ref name="FHL1" /> Der Käfer wurde auch mehrmals im Innern ägyptischer Mumien gefunden, besonders im Schädel. Der älteste belegte Fundort ist das Grab von Ramses II. in Ägypten.<ref name="Klausnitzer" /><ref name="Mumie" />

Ernährung

Die Käfer wie auch die Larven sind sowohl räuberisch als auch Aasfresser. Bei den Käfern wurde auch Kannibalismus an den eigenen Eiern oder Larven beobachtet. Bei Nahrungsentzug sterben die adulten Tiere nach zwei bis drei Wochen. Im Labor lebte ein adultes Männchen 430 Tage lang.<ref name="Kannibal" /><ref name="ausführlichst" />

Entwicklung allgemein

Die Eier werden in Gruppen in Spalten der Substratoberfläche abgelegt und kleben dort fest. Die Eiablage erfolgt bei Dunkelheit, die Spalten werden so eng gewählt, dass die Männchen nicht mit ihren Oberkiefern eindringen können. Über die Anzahl der Eier gibt es widersprüchliche Angaben, bei günstigen Bedingungen kann sie jedoch sehr hoch (über zweitausend) sein.

Nach einigen Tagen ist die Embryonalentwicklung abgeschlossen. Durch heftige Bewegungen brechen die Tuberkel auf dem Hinterleib der Larve die Eihülle an einem Ende auf, während am anderen Ende das Ei mit den Kiefern aufgebissen wird. Häufig bleibt die Larve noch einige Stunden in der Eihülle liegen und frisst davon. Nach dem Schlüpfen frisst die Larve die Reste des Eis meist vollständig auf. Sie beknabbert dabei auch benachbarte Eier und Eihüllen. Anschließend bohren sich die Larven ins Substrat oder verkriechen sich nach Möglichkeit.

Gesunde Larven können sich relativ schnell bewegen. Fliegenmaden werden überwältigt, indem sich die Käferlarve darin verbeißt. Die Made versucht, durch heftige Bewegungen die Käferlarve weg zu schleudern, aber die Larve lässt nur selten los, sondern wartet gewöhnlich, bis die Made ermattet. In der Regel können drei bis vier Larvenstadien unterschieden werden.<ref name="ausführlichst" />

Zur Verpuppung verkriechen sich die Larven in Spalten des Substrats oder sie verlassen das Substrat und verkriechen sich in der Nähe. Dann fertigen sie einen Kokon, wozu sie etwa einen Tag benötigen. Zuerst werden die Öffnungen des Spalts mit einem weißen Sekret verschlossen, das die Larve in kleinen schaumigen Tröpfchen erbricht, dann wird die ganze Kammer ausgekleidet. Die Larve geht dabei sehr gezielt vor. Die Tröpfchen werden einzeln abgegeben und erhärten schnell zu einer bläschenförmigen Masse. Erst dann fügt die Larve an geeigneter Stelle das nächste Tröpfchen an und mauert so systematisch die Spalte zu. Gewöhnlich liegt die Larve gekrümmt in der Kammer, bei genügend Platz auch gestreckt.

Einige Tage nach Fertigstellung der Puppenkammer verkürzt sich die Larve. Der Kopf nimmt eine starre Haltung rechtwinklig zur Körperachse ein (Vorpuppe). Nach wenigen Tagen platzt die Larvenhaut und die Vorpuppe häutet sich zur Puppe. Diese kann lediglich den Hinterleib bewegen. Durch zappelnden Bewegung des Hinterleibs wird die alte Larvenhaut zur Spitze des Hinterleibs befördert, wo sie hängen bleibt. Ungeschützte Puppen werden ohne Zögern von adulten Käfern verzehrt, die auch versuchen, in die Puppenkammer einzudringen. Vorpuppenstadium und Puppenstadium sind etwa gleich lang, gemeinsam durchschnittlich 13 Tage.

Etwa zwei Tage nachdem die Imago geschlüpft und ausgefärbt ist, beißt sie ein unregelmäßiges Loch in die Puppenhülle und verlässt diese. Die Paarung erfolgt, sobald sich zwei Geschlechtspartner treffen. Während der langen Periode der Eiablage findet die Paarung mehrmals statt. Im Labor können begattete Weibchen jedoch auch in Abwesenheit von Männchen noch mehrere Monate die Eiablage fortsetzen.<ref name="ausführlichst" />

Im Labor bei 30 °C und einer Luftfeuchtigkeit von 80 % und abwechselnd acht Stunden Licht, 16 Stunden ohne Licht legten die Weibchen zwischen 72 und 107 Eier, die nach etwa 4 Tagen schlüpften. Die Larvalentwicklung dauerte zwischen 27 und 37 Tagen, das Puppenstadium durchschnittlich fast zehn Tage. Weibliche Tiere leben zwischen 21 und hundert Tage lang, die Männchen durchschnittlich etwas kürzer (49,5 Tage).<ref name="Forensik2" /><ref name="Kannibal" /> In einem weiteren Versuch konnten fünf Larvenstadien unterschieden werden, die einen Zeitraum von etwa sechzig Tagen überdeckten. Es folgte ein zwei bis fünf Tage dauerndes Vorpuppenstadium. Das Puppenstadium dauerte etwas über sechs Tage. Eier und junge Larven wurden von einer Milbenart gefressen. An erkrankten Larven wurden Bakterien und Pilze festgestellt.<ref name="Zyklus" /><ref name="ausführlichst" />

In Japan wurden im Dezember Imagines, Larven des letzten Stadiums und Larven früherer Stadien gesammelt und anschließend weiter gezüchtet. Die Ergebnisse zeigten, dass in Zentraljapan die Art im Jahr zwei Generationen hervorbringen kann, wobei die Imagines der ersten Generation im Mai und Juni erscheinen, die der zweiten Generation von September bis November. Die Überwinterung erfolgt dann als Larve.<ref name="Japan" />

Schädigung von Kopra

Die Versuche zur Entwicklung des Käfers auf Kopra zeigen, dass seine Zucht bei Anwesenheit von tierischer Nahrung wesentlich erfolgreicher ist als auf frischer und sauberer Kopra. So wurde die Eiablage der Weibchen durch Zugabe von zerdrückten Larven des Käfers Carpophilus dimidiatus ganz wesentlich erhöht, ebenso verkürzte sich die Entwicklungszeit von Larve und Puppe auf fast die Hälfte. Die günstigsten Bedingungen für die Entwicklung von Necrobia rufipes lagen in Versuchsreihen bei 30 °C und 64 % bis 70 % Luftfeuchtigkeit und Anwesenheit von Carpophilus diminiatus. Die Entwicklung von der Larve bis zum Käfer dauerte dann durchschnittlich etwas unter 38 Tagen, während bei Abwesenheit von Carpophilus die Entwicklung unter günstigsten Bedingungen durchschnittlich über 66 Tage dauerte, unter ungünstigen Bedingungen konnten die Tiere die Entwicklung bis zur Imago nicht abschließen.<ref name="Kopra1" />

Die Larve dringt fast ausschließlich zum Zweck der Verpuppung in die Kopra ein. Dies und ein Vergleich der Häufigkeit des Käfers bei verschiedenen Zuständen des Substrats (Frischegrad, Feuchtigkeitsgrad, Verschmutzungsgrad) legen den Schluss nah, dass der Käfer in erster Linie räuberisch auf Kopra vorkommt und deswegen eher als lästiges Insekt und nicht als Schädling gesehen werden sollte. Der Grad des Nutzens durch Vernichten anderer Insektenlarven ist unbekannt.<ref name="Kopra2" />

Es besteht ein indirekter Zusammenhang zwischen den Schimmelpilzen der Gattung Aspergillus und der Entwicklung des Käfers. Die Pilze tauchen auf, wenn die Copra nicht genügend getrocknet ist. Bei Anwesenheit der Pilze erscheinen unter anderen Pilzfressern auch der Käfer Carpophilus dimitiatus. Dessen Larven gehören wie bereits erwähnt zum Nahrungsspektrum des Rotbeinigen Kolbenkäfers. Auf ausreichend getrockneter Kopra zeigt sich der Koprakäfer seltener.<ref name="Kopra3" />

Schädigung von getrocknetem Fisch

Die Imagines nähern sich fliegend oder krabbelnd. Sie fressen auf der Oberfläche. Die Eiablage erfolgt in Risse der Haut. Die Larven bohren sich tief ins Fischfleisch. Sie fressen sowohl das Fischfleisch als auch die Larven verschiedener Fliegenarten und die Larven verschiedener Arten der Käfergattung Dermestes. Man kann drei bis vier Larvenstadien unterscheiden. Das letzte Larvenstadium fertigt einen Kokon innerhalb des Fisches oder in einer Erdspalte außerhalb des Fisches. Die Entwicklung bis zum Imago dauert je nach Nahrungsangebot, Temperatur und Feuchtigkeit sechs Wochen oder länger. Das Optimum für eine schnelle Entwicklung liegt zwischen 30 und 34 °C. Unter 22 °C ist keine Entwicklung mehr möglich, bei über 40 °C wird Neubefall unwahrscheinlich und der Befall nimmt nicht zu. Unter für den Käfer günstigen Bedingungen kann der Befall innerhalb eines Monats auf etwa das fünfundzwanzigfache steigen.<ref name="Fisch" />

Der Befall durch den Käfer führt zu einem Verlust an Masse des Fischfleisches, außerdem zu einer Veränderung der Fischkonsistenz und zur Qualitätsminderung durch Larvenhäute und sonstige Insektenreste. Der Schaden wächst natürlich mit der Länge der Lagerung. Bei gleichzeitigem Befall des Fisches mit Larven der Gattung Dermestes ist der Schaden durch Dermestes deutlich gravierender als der durch den Schinkenkäfer hervorgerufene Schaden.<ref name="Fisch" />

Der Erstbefall kann durch entsprechende Verpackung verhindert oder zumindest erschwert werden. Abkühlung, stärkere Trocknung, Salzung oder Temperaturen über 45 °C verhindern oder verringern den Befall.<ref name="Fisch" />

Schädigung von Fleischprodukten

Der Käfer stellt sich ein, wenn durch Trocknung (Dörrfleisch) oder Räucherung der Wassergehalt des Fleisches beträchtlich gesenkt ist. Bei 44 Paaren wurden im Mittel im Versuch pro Weibchen über tausend Eier gezählt. Die Käfer fressen nur oberflächlich, die Larven dringen in das Lebensmittel ein. Anfangs liegen ihre Fraßgänge unter der Haut. Später dringen sie tiefer hauptsächlich in die fetten Partien des Fleisches ein.<ref name="ausführlichst" />

Die Art bevorzugt gewisse Fliegenlarven gegenüber dem Speck selbst und wirkt so durchaus auch nützlich. Werden den Larven ausschließlich Larven der Käsefliege Piophila casei oder ausschließlich Speck als Nahrung geboten, sind die Zuchterfolge minimal. Gute Zuchterfolge wurde jedoch erzielt, wenn Speck, Fliegeneier und Fliegenlarven gemeinsam als Nahrung zur Verfügung standen. Zur Verpuppung stellt die Larve die Nahrungsaufnahme ein und verlässt das befallene Fleisch.<ref name="ausführlichst" />

Bei früh entdecktem Befall kann man die befallenen Teile meist ausschneiden.<ref name="ausführlichst" />

Schädigung von Kulturgut

Befallene Museumsgegenstände wurden bisher erfolgreich behandelt, indem man sie in dichten Behältern Brommethan aussetzte. Da dieses Gas jedoch die Ozonschicht schädigt, wird nach Alternativen gesucht.

Begasungsexperimente mit Sulfurylfluorid zur Vernichtung im Museum etablierter Populationen ergaben, dass Puppen und Imagines bereits bei einer Konzentration von 4,7 g/m³, Larven bei einer Konzentration von 5,7 g/m³, Eier dagegen erst bei einer Konzentration von 24 g/m³ zu 100 % innerhalb 48 Stunden abgetötet wurden. Dagegen konnte die Milbe Tyrophagus putreminiae selbst bei über vierfacher Konzentration nicht vollständig vernichtet werden.<ref name="HamChem" /> Bei Brommethan dagegen reagierten die Eier empfindlicher auf Begasung als die Larven. Auch die Begasung mit Monophosphan war sehr effektiv, insgesamt wurden die guten Ergebnisse von Brommethan in beiden Fällen jedoch nicht erreicht. Die Begasung mit Ozon oder Kohlendioxid ist nicht effektiv.<ref name="HamChem2" />

Bemerkungen zur Forensik

Nach Dermestes maculatus ist Necrobia rufipes gewöhnlich in wärmeren Klimaten der häufigste Käfer an Kadavern. Bei warmer Witterung erscheint er ab dem 6. Tage nach dem Tod. Je nach Jahreszeit und Umständen kann diese Erstbesiedlung während oder nach dem Stadium der Glykolytischen Gärung liegen. Die Art verbleibt am Aas, auch nachdem die Fliegenlarven den Kadaver bis auf Knochen, Knorpel, Gewebereste, Federn oder Haare aufgefressen haben. Necrobia rufipes gehört dann zu den individuenreichsten Insektenarten am Aas.<ref name="Dr." /><ref name="Forensik4" /><ref name="Forensik1" /><ref name="Forensik3" />

Als Mindesttemperatur für eine erfolgreiche Entwicklung werden 18 °C angenommen, es wurde jedoch die Verpuppung einer Larve bei 17 °C beobachtet, die sich im Labor zu einer Imago entwickeln konnte.<ref name="Forensik5" /> Puppen findet man häufig auch im Boden unter den Leichen.<ref name="Forensik6" />

In Leichenkammern reichen wenige Minuten aus, um eine Leiche mit Necrobia rufipes zu infizieren.<ref name="Forensik7" />

Verbreitung

Die Art ist heute weltweit verbreitet. Ursprünglich kommt sie vermutlich aus den Tropen. Das Exemplar für die Erstbeschreibung stammt aus Suriname in Südamerika und trägt den französischen Namen „Clairon exotique“, also „exotischer Buntkäfer“.<ref name="Erstbeschr" /> Olivier gibt 1795 als Fundorte Südfrankreich, Senegal und Kap der Guten Hoffnung an.<ref name="Olivier" /> 1804 wurde als Verbreitungsgebiet Südfrankreich und Italien angegeben, 1804 wurde die Art aus London als „gewöhnlich selten, in manchen Jahren häufig“ gemeldet. Die Anwesenheit in Australien und den USA wird durch Verschleppung erklärt.<ref name="ausführlichst" /> Innerhalb Mitteleuropas ist die Fortpflanzung im Freien in kühleren Gebieten unwahrscheinlich, der Käfer wird jedoch immer wieder neu eingeschleppt.

Literatur

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Edmund Reitter: Fauna Germanica, die Käfer des Deutschen Reiches III. Band, K.G.Lutz’ Verlag, Stuttgart 1911

Einzelnachweise

<references> <ref name="Latreille"> Latreille: Précis des caractères générique des insectes disposés dans un ordre naturel F. Bourdeaux, 1796 als PDF. </ref> <ref name="Olivier"> Olivier: Entomologie, ou Histoire naturelle des insects Coleoptéres Tome quatrième Paris 1795 als PDF, siehe N° 76. </ref> <ref name="Erstbeschr"> Erstbeschreibung in Charles de Geer: Mémoires pour servir à l'histoire des insectes Hesselberg Stockholm 1775 Scan der Erstbeschreibung. </ref> <ref name="FE ruf"> {{

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  }}.

</ref> <ref name="Klausnitzer"> Bernhard Klausnitzer: Wunderwelt der Käfer. Herder Verlag Freiburg, ISBN 3-451-19630-1. </ref> <ref name="Arge"> ARGE SWD Koleopterologen, Steckbrief zur Art. </ref> <ref name="NameArt"> Sigmund Schenkling: Erklärung der wissenschaftlichen Käfernamen (Art) </ref> <ref name="NameGattung"> Sigmund Schenkling: Erklärung der wissenschaftlichen Käfernamen (Gattung). </ref> <ref name="FHL1"> {{#ifexist:Vorlage:bibISBN/{{#invoke:URIutil|plainISBN|3827406757}} | {{bibISBN/{{#invoke:URIutil|plainISBN|3827406757}}

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</ref> <ref name="Forensik2"> Dorothy Gennard: Forensic Entomology – An Introduction 2. Auflage John Wiley & Sons 2012, ISBN 978-0-470-68902-8. </ref> <ref name="Mumie"> Christoph Reichmutz: Vorratsschädlinge und Vorratsschutz im Wandel der Zeit in Beiträge zum Göttinger Umwelthistorischen Kolloquium 2008–2009 von Bernd Herrmann (Hrsg.), Universitätsverlag Göttingen 2009. </ref> <ref name="Fisch"> C. P. Haines, David P. Rees: Field Guide to the Types of Insects and Mites Infesting Cured Fish FAO (Food and Agriculture organization of the United Nations)1989, ISBN 92-5-102827-3. </ref> <ref name="USA"> J. Richard Gorham (Hrsg.): Insect and Mite Pests in Food United States Department of Agriculture, Agricultural Handbook No. 655, 1991 als PDF. </ref> <ref name="Aedeagus"> Senem Özdemir and Osman Sert: Systematic Studies on Male Genitalia of Coleoptera Species Found on Decomposing Pig (Sus Scrofa L.) Carcasses at Ankara Province Hacettepe J. Biol. & Chem., 2008, 36 (2), 137–161. </ref> <ref name="HamChem"> Th.W.Phillips, Md.M Hasan, M.J.Aikins, M.W. Schilling: Efficacy of Sulsuryl Fluoride to control Ham Mites and Red-legged Ham Beatles Research Conference on …, 2008 - mbao.org als PDF. </ref> <ref name="HamChem2"> Th.W.Phillips, Md.M Hasan, M.J.Aikins, R.Mahroof: Fumigation and IPM alternatives for arthropod pests of museums Research Conference on …, 2008 - mbao.org als PDF. </ref> <ref name="Japan"> TSUJI HIDEAKIRA: Seasonal life cycle of the red-legged ham beetle, Necrobia rufipes (DEGEER), in an unheated room in Central Japan Pestology VOL.21;NO.1;PAGE.5-8(2006) {{#invoke:URIutil|{{#ifeq:1|1|linkISSN|targetISSN}}|1880-3415|0}}{{#ifeq:1|0|[!] }}{{#ifeq:0|1

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            }} 
       }}
  }}.

</ref> <ref name="Haare"> HITCHCOCK, W. STEPHEN: A Possible Means of Sex Recognition in Necrobia rufipes Annals of the Entomological Society of America, Volume 56, Number 2, March 1963 , S. 244–245(2). </ref> <ref name="Zyklus"> M.J.P. Canete, D.P.Gapasin: Biology of the copra beetle, Necrobia rufipes de Geer [in the Philippines] Philippine Journal of Coconut Studies (Dec 1980) Vol 5(2) S. 33–38 {{#invoke:URIutil|{{#ifeq:1|1|linkISSN|targetISSN}}|0115-3463|0}}{{#ifeq:1|0|[!] }}{{#ifeq:0|1

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                    |{{#invoke:TemplUtl|failure|ISSN ungültig}}}}}}

}}. </ref> <ref name="Dr."> Jacobus Hendrik Kolver: Forensic Entomology: The influence of the burning of a body on insect succession and calculation of the postmortem interval Ph.D.-thesis, Faculty of Natural and Agricultural Sciences, Department of Zoology and Entomology, University of the Free State, November 2009 {{#switch:

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</ref> <ref name="Seide"> Yan, X., Zhou, H., Shen, Z., Li, W., Guo, D., Song, Y., Lan, S., Zhang, J.: National investigations of stored grain arthropods in China 10th International Working Conference on Stored Product Protection doi:10.5073/jka.2010.425.145 als PDF. </ref> <ref name="Kannibal"> P. A. Edde, M. Eaton, S. A. Kells, Th. W. Phillips: Biology, Behavior, and Ecology of Pests in Other Durable Commodities K-State (Kansas State University) Research and Extension 5. Kapitel als PDF. </ref> <ref name="Cashew"> Dirceu Pratissoli: Ocorrência de Necrobia rufipes (De Geer) (Coleoptera: Cleridae) atacando castanha de caju proveniente da Índia An. Soc. Entomol. Bras. vol.26 no.3 Londrina Dec. 1997

als PDF.

</ref> <ref name="Forensik3"> Dorothy Gennard: Forensic Entomology – An Introduction 2. Auflage John Wiley & Sons 2012, ISBN 978-0-470-68902-8. </ref> <ref name="Forensik4"> Adriana Oliva, Julio A. Ravioli: Conscript Carrasco: A Peacetime Casualty Aggrawal's Internet Journal of Forensic Medicine and Toxicology 5 (1), 20043, S. 45–49 als PDF. </ref> <ref name="Forensik5"> Mark Benecke: Six Forensic Entomology Cases: Description and Commentary Journal of Forensic Sciences 1998;43(4):797-805.PDF.</ref> <ref name="Forensik6"> Marta I. Saloña et al.: Searching the Soil: Forensic Importance of Edaphic Fauna After the Removal of a Corpse Journal of Forensic Sciences 2010, doi:10.1111/j.1556-4029.2010.01506.x als PDF. </ref> <ref name="Forensik7"> M. S. Archer, D. L. Ranson: Potential Contamination of Forensic Entomology Samples Collected in the Mortuary Med Sci Law January 2005 45:89–91, doi:10.1258/rsmmsl.45.1.89. </ref> <ref name="ausführlichst"> Perez Simmons, George W. Ellington: The Ham Beetle, Necrobia rufipes DE GEER Journal of Agricultural Research Vol. XXX, No. 9, S. 845–863 Mai 1925 als PDF. </ref> </references>

Weblinks

[{{canonicalurl:Commons:{{#if:Necrobia rufipes|Necrobia rufipes|{{#invoke:WLink|getArticleBase}}}}|uselang=de}} Commons: {{#if:Rotbeiniger Kolbenbuntkäfer|Rotbeiniger Kolbenbuntkäfer|{{#if:Necrobia rufipes|Necrobia rufipes|{{#invoke:WLink|getArticleBase}}}}}}]{{#switch:1

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